University of Groningen Myelin biogenesis

Yüklə 165,19 Kb.

ölçüsü165,19 Kb.




University of Groningen

Myelin biogenesis

Ozgen, Hande

IMPORTANT NOTE: You are advised to consult the publisher's version (publisher's PDF) if you wish to cite from

it. Please check the document version below.

Document Version

Publisher's PDF, also known as Version of record

Publication date:


Link to publication in University of Groningen/UMCG research database

Citation for published version (APA):

Ozgen, H. (2014). Myelin biogenesis: Dynamics of MBP, PLP and galactolipids [S.l.]: [S.n.]


Other than for strictly personal use, it is not permitted to download or to forward/distribute the text or part of it without the consent of the

author(s) and/or copyright holder(s), unless the work is under an open content license (like Creative Commons).

Take-down policy

If you believe that this document breaches copyright please contact us providing details, and we will remove access to the work immediately

and investigate your claim.

Downloaded from the University of Groningen/UMCG research database (Pure): For technical reasons the

number of authors shown on this cover page is limited to 10 maximum.

Download date: 29-09-2018

Chapter 7

Summary and Future Perspectives &

Nederlandse Samenvatting

Hande Ozgen, Dick Hoekstra, Nicoletta Kahya and Wia Baron

Department of Cell Biology, University of Groningen, University Medical Center Groningen, 

Antonius Deusinglaan 1, 9713 AV Groningen, the Netherlands


Chapter 7


Oligodendrocytes (OLGs) are specialized, myelin forming cells of the central 

nervous  system  .  One  OLG  can  myelinate  more  than  50  axons  at  a  time,  thereby 

providing rapid and efficient saltatory nerve conduction. To reach a myelin forming 

stage,  oligodendrocyte  progenitor  cells  (OPCs)  need  to  undergo  a  series  of  tightly 

regulated developmental and morphological changes. During early development 

OPCs  proliferate  and  migrate,  properties  that  cease  to  function  upon  further 

differentiation, which leads to myelin membrane biosynthesis [1]. Signaling molecules 

present in the extracellular environment contribute to OLG development in a spatial, 

sequential and transient manner [2]. Upon demyelination of an axon, this myelination 

machinery resumes its function, as only adult OPCs, and not mature OLGs, are able 

to  enwrap  denuded  axons  by  functional  myelin  sheaths  [3,4].  However,  in  the 

case  of  demyelinating  diseases,  such  as  multiple  sclerosis  (MS),  the  myelination 

machinery malfunctions, and loss of OLGs or the presence of quiescent OPCs, unable 

to  differentiate  and  synthesize  myelin  sheaths,  results  in  severe  demyelination, 

ultimately  leading  to  secondary  axonal  loss  [3,5].  Remyelination  failure  in  MS  is 

likely  a  result  of  dramatic  changes  in  the  external  environment,  among  others  due 

to  the  persistent  presence  of  signaling  molecules,  like  pro-inflammatory  cytokines 

such  as  TNFα  [6,7],  and  the  presence  of  deleterious  extracellular  matrix  (ECM) 

molecules, such as fibronectin  [8,9] (chapter 1). In order to elucidate the underlying 

mechanism(s) of remyelination failure, extensive knowledge of the functioning of the 

myelination machinery is required. Therefore, to improve our knowledge of OLGs and 

myelination, it is crucial to comprehend the exact role of structural myelin lipids and 

proteins, as well as the functioning of the extracellular environment such as ECM and 

soluble signals, which was the focus of the studies described in this thesis. 

Along their differentiation, OLGs synthesize myelin specific proteins and lipids in a 

sequential manner. When compared to other membranes, the composition of myelin 

membranes is unique with its high lipid to protein ratio (70:30) [10,11]. Almost one 

third of the myelin lipid pool consists of the galactolipids, galactosylceramide (GalC) 

and sulfatide. Furthermore, OLGs express a specific repertoire of myelin proteins of 

which proteolipid protein (PLP) and myelin basic protein (MBP) are the major ones. 

Due  to  their  polarized  nature,  OLGs  exploit  a  polarized  trafficking  machinery  to 

transport  their  cargo  to  the  final  destination,  myelin  membranes  being  served  by 

a  basolateral  route  [10,12].  Besides  the  trafficking  machinery,  the  organization  of 

myelin lipids and proteins within the membrane is also crucial for myelin to enable 

salutatory  nerve  conduction.  For  example,  galactolipids  are  important  constituents 


Summary and Future Perspectives

of  membrane  microdomains,  so  called  ‘lipid  rafts’,  which  play  an  important  role 

in  OLG  development  and  differentiation  [13].  In  addition  to  that,  the  localization 

behavior of myelin proteins within these membrane microdomains is also essential 

for myelin assembly (chapters 3 and 4, [10]) . All these aspects and the continuous 

reorganization of myelin suggest that myelin membranes display a dynamic structure. 

For example, the sequential surface expression of myelin lipids might alter the fluidity 

of myelin membranes, which leads to changes in the lateral organization and mobility 

of the myelin proteins. In order to obtain more detailed insight into the dynamics of 

myelin proteins in the cell body plasma membrane or myelin membranes, different 

methodologies  such  as  non-invasive  optical  microscopic  biophysical  techniques 

like  fluorescence  correlation  spectroscopy  (FCS),  and  raster  image  correlation 

spectroscopy (RISC) might be of use [15–17]. In chapter 2, we provided insight into 

how these biophysical methodologies can be applied in the myelin field. Furthermore, 

we provided information on the availability of different model systems such as OLG 

cell lines and model membrane systems like large and giant unilamellar vesicles (LUVs/

GUVs) [18,19]. These kinds of model membranes can be composed with a minimum 

number of elements such as lipids only or a joint set of lipids and proteins, taking into 

account the appropriate physiological ratios. In this manner, answers to lipid specific 

questions,  i.e.,  the  effect  of  fatty  acyl  chain  length  of  galactolipids  on  membrane 

domain formation [20] can be investigated, or alternatively, provide information about 

specific myelin lipid-protein interactions [21].

The  major  myelin  protein  PLP  is  very  important  for  the  integrity  of  the  myelin 

membrane  as  it  regulates  the  close  apposition  of  the  extracellular  leaflet  of  the 

myelin membranes [22,23]. PLP employs a vesicular transport machinery to reach the 

myelin membrane and as shown in chapter 3, vesicular transport of PLP is regulated 

in line with the polarized nature of OLGs; i.e., the myelin membrane is the target of 

a  basolateral-like  trafficking  mechanism,  whereas  the  cell  body  plasma  membrane 

is a target of an apical-like mechanism [10,24,25]. We showed that PLP, prior to its 

incorporation into CHAPS-resistant membrane microdomains in the basolateral myelin 

membrane, is transported to the apical-like plasma membrane of the OLG cell body in 

a syntaxin-3 (t-SNARE) dependent manner, displaying resistance to the detergent TX-

100. Our data further revealed a sulfatide-mediated shift of PLP from TX-100-resistant 

microdomains  to  CHAPS-resistant-microdomains  at  the  cell  surface.  This  apical-to 

basolateral  transcytotic  transport  route  of  PLP  to  the  myelin  membrane  could  be 

mimicked in the polarized liver cell line, HepG2 cells. Interestingly, upon transcytotic 

transport of PLP to the myelin membranes, we showed that the conformation of the 

second extracellular loop of PLP is altered in a sulfatide-dependent manner. 

After  pinpointing  the  role  of  sulfatide  in  transcytotic  PLP  transport  and  the 


Chapter 7

role  of  PLP’s  lateral  organization  within  the  membrane,  we  further  examined  the 

link  between  this  lateral  organization  and  dynamic  behavior  (chapter 4).  A  CHAPS 

extraction study performed in an OLN-93 cell line that allows selective expression of 

GalC alone or GalC and sulfatide, revealed that upon transient transfection with PLP, 

the  presence  of  sulfatide  increases  PLP’s  CHAPS  insoluble  membrane  association. 

In  relation  to  this  observation,  a  pronounced  sulfatide-mediated  decrease  in  the 

lateral  mobility  of  PLP  was  detected.  A  similar  sulfatide-induced  increase  in  the 

association with CHAPS-resistant membrane microdomains, along with a decreased 

lateral  mobility  of  PLP  in  the  presence  of  sulfatide  was  observed,  when  the  cells 

were grown on laminin-2, a physiological substrate that promotes myelin membrane 

formation and harbors binding sites for sulfatide [26–29]. In contrast, on fibronectin, 

a  pathological  substrate,  which  inhibits  myelin  membrane  formation  and  impairs 

remyelination  in  MS  lesions  [8,9,30], PLP  was  not  present  in  these  CHAPS-resistant 

membrane  microdomains,  which  was  accompanied  by  a  dramatic  increase  in  its 

lateral mobility.  

In parallel, the lateral membrane organization and mobility of 18.5-kDa MBP, the 

other major myelin protein, was examined in chapter 4. The presence of GalC, but 

not sulfatide, increased the CHAPS-resistant microdomain association of MBP, which 

correlated with an increase in the lateral mobility of the protein. Unlike PLP, MBP’s 

lateral  mobility  did  not  display  differences  in  relation  to  different  ECM  coatings. 

Indeed,  previous  studies  showed  that  the  lateral  organization  of  myelin-localized 

MBP is likely driven by secreted neuronal signals [31]. Therefore, under pathological 

conditions, rather than ECM proteins, soluble signals in the extracellular milieu might 

affect the lateral organization of MBP.

In  MS  lesions  the  expression  of  pro-inflammatory  cytokines  such  as  TNFα  are 

upregulated [32]. In this context, in chapter 5, the effect of TNFα on MBP in myelin 

forming OLGs was examined. Rather surprisingly, exposure to relatively low levels of 

TNFα  reduced  the  length  of  myelin  segments,  produced  in  myelinated  cultures.  In 

vitro, this was reflected by a marked and reversible redistribution in the localization 

of  MBP  protein,  i.e.,  from  myelin  sheets  towards  primary  processes,  mediated  by 

activation of TNF receptor 1 (TNFR1) . Notably, cell survival, MBP protein and mRNA 

levels, and the localization of MBP mRNA remained unaltered upon TNFα treatment. 

Similar changes in the localization of the phosphorylated form of MBP were observed, 

with  a  concomitant  decrease  of  phosphorylation.  Interestingly,  the  underlying 

mechanism  for  the  TNF  α-mediated  redistribution  of  MBP  appeared  to  be  related 

to a disorganized actin cytoskeleton, which likely induced a shift of MBP from actin-

dependent to actin-independent membrane microdomains. This might interfere with 

the  barrier  function  of  MBP,  given  a  similar  redistribution  of  PLP  towards  primary 


Summary and Future Perspectives

processes,  and  a  relocalization  of  CNP  towards  the  myelin  sheets.  Hence,  these 

findings suggest that TNFα might influence the maintenance of myelin membranes in 

an MBP- and actin-dependent manner.

The  MBP  protein  family  consists  of  different  isoforms  [33],  as  a  result  of  an 

alternative splicing of one MBP transcript, which is generated from a gene complex 

called Golli (Gene in the Oligodendrocyte Lineage) consisting of 11 exons [34]. Among 

these isoforms, the postnatal MBP isoforms of 14 and 18.5 kDa are lacking exon-II, 

and localize to the myelin membrane, playing a role in myelin membrane compaction 

and  acting  as  a  molecular  barrier  for  the  entry  of  proteins  with  large  cytoplasmic 

tails  to  the  myelin  sheath  [34,35].  In  contrast,  the  postnatal  exon-II  positive  MBP 

isoforms, i.e., 17 and 21.5 kDa in rat, localize to the nucleus and cytoplasm and their 

expression  peaks  during  early  OLG  development  [36,37].  Their  function  is  however 

less  clear.  Therefore,  in  chapter  6,  we  investigated  the  function  of  exon-II  positive 

MBP isoforms. We employed galactolipid deficient OLN-93 cells, which are not able 

to  synthesize  the  major  postnatal  MBP  isoforms.  Interestingly,  our  results  revealed 

that OLN-93 cells endogenously express an MBP isoform with an apparent Mw of 16 

kDa, which we identified as the exon-II-positive embryonic isoform of MBP (e-MBP). 

e-MBP displayed a similar nuclear and cytoplasmic localization pattern as postnatal 

exon-II  positive  MBPs.  When  cell  proliferation  was  inhibited,  e-MBP  was  excluded 

from  the  nucleus,  whereas  upon  reestablishment  of  the  proliferative  conditions, 

e-MBP  relocalizes  to  the  nucleus,  suggesting  active  nucleocytoplasmic  shuttling 

in  response  to  proliferation.  Interestingly,  e-MBP  was  also  expressed  in  non-CNS 

cell  lines,  including  HepG2,  HeLa  and  HEK293  cells.  Direct  evidence  for  a  role  of 

e-MBP in proliferation was obtained upon down regulation of MBP, which markedly 

decreased the proliferation of the cell lines. Furthermore, live cell imaging and FRAP 

(Fluorescensce  recovery  after  photobleaching)  analysis  with  RFP-tagged  exon-II 

positive  postnatal  21.5-kDa  MBP  revealed  that  at  proliferative  conditions,  21.5-kDa 

MBP-RFP localized mainly in the nucleus, whereas it was excluded from the nucleus 

when  proliferation  was  inhibited.  Interestingly,  the  nuclear  export  blocking  agent 

Leptomycin-B (LMB) prevented nuclear export of MBP. Thus, 21.5-kDa MBP actively 

shuttles  between  cytoplasm  and  nucleus  upon  mitogenic  modulation.  Hence,  the 

exon-II containing MBP isoforms might be crucial players in cell proliferation during 

embryonic development and, after birth in OPC proliferation.  

In  conclusion,  the  work  presented  in  this  thesis  provided  new  insight  into 

mechanisms  related  to  myelin  biogenesis,  highlighting  major  roles  of  the  myelin 

proteins PLP and MBP and the major myelin lipids GalC, sulfatide. Furthermore, we 

provided  evidence  that  detailed  knowledge  of  membrane  microdomain  association 

of  myelin  proteins  improve  our  understanding  on  myelin  biogenesis  in  both  health 


Chapter 7

and  disease.  The  obtained  knowledge  will  help  to  better  understand  why  myelin 

biogenesis or myelin maintenance fails in MS, adding to the elucidation of potential 

repair mechanisms, which are still largely unknown in MS.

Future Perspectives

In MS, de novo myelin membrane synthesis fails, which is likely due to an altered 

extracellular  environment  [8,38].  Interestingly,  previous  studies  suggest  that  the 

biochemical  structure  of  myelin  galactolipids  and  myelin  proteins  are  altered  in 

MS,  e.g.,  the  extent  of  hydroxylation  of  sulfatide  and  deamination  of  MBP  are 

increased[34,39]. Given the importance of sulfatide in the timing of PLP transport, and 

MBP in myelin biogenesis and maintenance (this thesis), these changes in structural 

myelin elements might provide novel insight as to why myelin biogenesis fails in MS. 

Thus, it will be interesting to further investigate the effect of the biochemical structure 

of  myelin  lipids  in  model  membranes  such  as  GUVs  (see  chapter  2).  For  example, 

one can make use of myelin membranes obtained from MS patients or alternatively 

synthetic  lipids  where  hydroxylation  levels  are  different,  to  reconstitute  GUVs  that 

mimic  the  conditions  in  MS.  Furthermore,  the  data  described  in  chapters  3  and  4 

provide a better understanding of the role of myelin galactolipids, especially sulfatide 

on transcytotic transport, localization and dynamics of the major myelin protein PLP. 

The  work  presented  here  would  benefit  from  further  investigations;  i.e.,  it  is  not 

known yet how PLP transport, localization and dynamics are affected in MS. In that 

regard,  dynamics  studies  relying  on  bleaching  experiments,  such  as  FRAP  analyses, 

may  provide  detailed  insight  on  the  direction  of  PLP  transport  in  the  presence  of 

different extracellular signals; i.e., the presence of neuronal-conditioned medium or 

the presence of fibronectin to elucidate whether PLP transport is perturbed in MS. 

Chapter 4 investigated the lateral mobility and membrane microdomain association of 

PLP and MBP as a function of the lipid environment, i.e., by selectively expressing GalC 

and/or sulfatide in OLN-93 cells. As galactolipids together with cholesterol play a role 

in membrane domain formation and since cholesterol levels are altered in MS [40,41], 

it will be interesting to analyze the effect of the cholesterol pool on raft partitioning 

and dynamic behavior of PLP and MBP, and their relevance to myelin biogenesis. To 

determine the lateral mobility of PLP and MBP, we made use of biophysical techniques 

FCS  and  RICS;  however  more  advanced  biophysical  techniques  such  as  spot 

variation  FCS  (discussed  in  chapter  2)  enable  to  directly  evaluate  whether  changes 

in  the  mobility  of  PLP  are  a  consequence  of  its  localization  in  distinct  membrane 



Summary and Future Perspectives

Similarly,  the  persistent  presence  of  pro-inflammatory  cytokines  in  MS  may 

interfere with OLG polarity, myelin biogenesis and maintenance. In that context, our 

investigations  on  the  cellular  localization  of  MBP  and  its  membrane  microdomain 

association,  in  response  to  TNFα  and  a  disorganized  actin  cytoskeleton,  provided 

some  insight  as  to  why  myelin  segments  in  myelinated  cultures  are  shortened  as 

compared  to  those  in  untreated  cultures.  However,  we  still  do  not  know  the  exact 

underlying  mechanism  of  this  myelin  segment  shortening  and  its  pathological  and/

or physiological relevance, if any. Additional experiments on the TNFR1 might provide 

some  clues.  TNFR1  localizes  to  membrane  microdomains  upon  TNFα  stimulation 

[42,43]. Therefore, it would be of interest to determine whether the effect of TNFα 

is mediated by TNFR1 in membrane microdomains, and whether TNFR1 membrane 

microdomain  association  is  altered  in  MS.  In  addition,  further  investigations  are 

necessary to elucidate why the actin cytoskeleton disorganizes and how this is linked 

to MBP and microdomain association. Proteins potentially involved might be Rac and 

Rho,  since  these  proteins  are  known  to  regulate  cytoskeletal  dynamics.  Besides,  in 

MS,  the  post-translational  modifications  of  MBP  change  dramatically.  For  example, 

MS  patients  have  increased  levels  of  deiminated  MBP,  and  decreased  levels  of 

phosphorylated MBP [33]. Therefore, it will be of further interest to study the effect of 

TNFα on MBP post-transitional modifications.  

In Chapter 6, we proposed a novel function for exon-II containing MBP isoforms 

in  cell  proliferation.  As  these  MBP  isoforms  regulate  cell  proliferation,  it  will  be  of 

interest to investigate whether these isoforms are re-expressed upon demyelination 

and contribute to remyelination, and whether this is valid in MS lesions. In addition, 

it is important to clarify the underlying mechanism of how exon-II containing MBPs 

regulate  cell  proliferation.  By  nuclear  export  blocking  experiments  with  LMB,  we 

suggested that the shuttling between nucleus and cytoplasm of MBP can be nuclear 

export  signal  (NES)  dependent.  However,  to  our  knowledge,  MBP  does  not  contain 

NES, indicating LMB affects MBP indirectly, i.e., via another protein. In that regard, it 

is crucial to identify the interaction partners of nuclear MBP to unravel the underlying 

mechanism of the shuttling process. Our preliminary data suggest a direct interaction 

between  e-MBP  and  p27  under  proliferating  conditions,  whereas  e-MBP  exits  the 

nucleus before p27. Furthermore, the involvement of post-translational modifications 

of  MBP,  such  as  phosphorylation,  in  the  shuttling  ,  as  has  been  reported  for  other 

nuclear proteins [44], will also be of interest for future research.  


Chapter 7

Netherlandse Samenvatting

Oligodendrocyten  (OLGs)  zijn  cellen  van  het  centrale  zenuwstelsel  die 

gespecialiseerd  zijn  in  het  maken  van  myeline,  een  vetachtig  isolerend  laagje  van 

membranen  rondom  axonen.  Dit  myeline  maakt  een  sprongsgewijze,  en  daardoor 

snelle  en  efficiënte,  zenuwgeleiding  mogelijk.  Om  het  myeline-vormend  stadium 

te  bereiken  moeten  voorlopercellen  van  oligodendrocyten  (OPCs)  een  reeks  van 

nauwkeurig  gereguleerde  ontwikkelingsstadia  en  morfologische  veranderingen 

ondergaan.  Tijdens  de  vroege  ontwikkeling  vermenigvuldigen  (‘prolifereren’)  en 

verplaatsen  (‘migreren’)  de  OPCs  zich,  eigenschappen  die  verdwijnen  tijdens  de 

verdere  ontwikkeling  (‘differentiatie’),  welke  uiteindelijk  zal  leiden  tot  de  vorming 

(‘biogenese’)  van  myeline  [1].  Lokale  en  tijdelijk  aanwezige  signaalmoleculen  in  de 

extracellulaire omgeving dragen bij aan deze strak gereguleerde uitrijping van OPCs 

[2].  Bij  afbraak  van  myeline  (‘demyelinisatie’)  zal  de  machinerie  voor  myelinisatie 

opnieuw  in  werking  moeten  worden  gezet,  omdat  alleen  OPCs  en  niet  volwassen 

OLGs  in  staat  zijn  om  de  ‘kale’  axonen  opnieuw  te  omhullen  met  een  functioneel 

laagje  myeline  (‘remyelinisatie’)  [3,4].  In  het  geval  van  de  ziekte  multiple  sclerosis 

(MS)  is  de  (re)myelinisatie  machinery  echter  ontregeld.  Het  verlies  aan  OLGs 

en  de  aanwezigheid  van  latente  OPCs  die  niet  kunnen  differentiëren,  leiden  tot 

permanente demyelinisatie in MS en uiteindelijk als secundair effect tot het verlies 

van  axonen  [3,5].  Het  falen  van  remyelinisatie  in  MS  is  waarschijnlijk  het  gevolg 

van  veranderingen  in  de  externe  omgeving  van  de  aangetaste  gebieden  (‘laesies’), 

onder  andere  vanwege  de  blijvende  aanwezigheid  van  normaliter  tijdelijke 

signaalmoleculen,  zoals  pro-inflammatoire  cytokines,  waaronder  TNFα  [6,7],  en 

extracellulaire  matrix  (ECM)  moleculen,  zoals  fibronectine  [8,9]  (hoofdstuk 1). Om 

het  onderliggende  mechanisme(n)  van  het  falen  van  remyelinisatie  op  te  helderen, 

is  uitgebreide  kennis  van  de  werking  van  de  myelinisatie  machinerie  vereist.  Om 

onze  kennis  van  OLGs  en  myelinisatie  te  kunnen  verbeteren  is  het  cruciaal  om  de 

precieze  rol  van  structurele  myeline  lipiden  en  eiwitten  te  ontrafelen,  alsmede  de 

werking  van  de  extracellulaire  omgeving  zoals  de  ECM  en  oplosbare  signalen.  Dit 

was dan ook de focus van de studies zoals  deze beschreven zijn  in dit proefschrift. 

Tijdens  de  differentiatie  synthetiseren  OLGs  myeline  eiwitten  en  lipiden  in  een 

nauwgezette  volgorde.  Door  de  relatief  hoge  lipide-eiwit  verhouding  (70:30)  is  de 

samenstelling van myeline membranen, in vergelijking tot andere membranen, uniek 

[10,11].  Bijna  een  derde  van  de  myeline  lipide  fractie  bestaat  uit  de  galactolipiden 

galactosylceramide  (GalC)  en  sulfatide.  Daarnaast  brengen  OLGs  myeline-

specifieke  eiwitten  tot  expressie,  waarvan  proteolipid  protein  (PLP)  en  myeline 


Netherlandse Samenvatting

basic protein (MBP) de voornaamste zijn. OLGs zijn gepolariseerde cellen en maken 

gebruik  van  verschillende  transport  routes  om  eiwitten  en  lipiden  naar  de  juiste 

membraandomeinen te vervoeren. Transport naar de groeiende myeline membranen 

verloopt  via  een  basolaterale  route  [10,12].  Daarnaast  is  ook  de  rangschikking 

van  myeline  eiwitten  en  lipiden  in  het  membraan  cruciaal  voor  het  vormen  van 

functioneel  myeline  en  het  bereiken  van  sprongsgewijze  zenuwgeleiding.  Zo  zijn 

de  galactolipiden  belangrijke  componenten  van  microdomeinen,  de  zogenaamde 

‘lipid  rafts’,  in  het  membraan,  welke  een  belangrijke  rol  spelen  in  de  ontwikkeling 

van  OLGs  [13].  Bovendien  is  de  aanwezigheid  van  specifieke  myeline  eiwitten  in 

deze  membraan  microdomeinen  essentieel  voor  myeline  vorming  [10,  hoofdstuk 

3,4].  Al  deze  aspecten  en  de  voortdurende  reorganisatie  van  myeline  suggereren 

dat  myeline  membranen  dynamisch  zijn.  Zo  kan  de  rangschikking  of  plaatselijke 

oppervlakte  expressie  van  myeline  lipiden  de  vloeibaarheid  van  de  membranen 

veranderen,  wat  vervolgens  leidt  tot  veranderingen  in  de  laterale  organisatie  en 

mobiliteit  van  myeline  eiwitten.  Om  meer  gedetailleerd  inzicht  te  krijgen  in  de 

dynamiek van myeline eiwitten enerzijds in het plasma membraan van het cellichaam, 

en anderzijds in het myeline membraan, kan het gebruik van niet-invasieve optische 

microscopische  technieken,  zoals  fluorescentie  correlatie  spectroscopie  (FCS)  en 

rasterafbeelding  correlatie  spectroscopie  (RISC)  nuttig  zijn  [15-17].  In  hoofdstuk 

2 hebben we inzicht gegeven in hoe deze biofysische technieken op het gebied van 

myeline  kunnen  worden  toegepast.  Verder  is  de  beschikbaarheid  van  verschillende 

modelsystemen  beschreven,  zoals  OLG  cellijnen  en  modelmembraan  systemen, 

bijvoorbeeld  grote  en  zeer  grote  unilamellaire  blaasjes  (LUVs/GUVs  [18,19].  Dit 

soort  modelmembranen  kunnen  worden  samengesteld  met  een  minimum  aan 

elementen  zoals  lipiden  alleen  of  een  geselecteerde  set  van  lipiden  en  eiwitten, 

rekening  houdend  met  de  juiste  fysiologische  verhoudingen.  Op  deze  manier 

kan  antwoord  worden  gekregen  op  lipide-specifieke  vragen.  Zo  kan  bijvoorbeeld 

het  effect  van  de  lengte  van  de  vetzuurketens  van  galactolipiden  op  de  vorming 

van  membraan  microdomeinen  worden  onderzocht  [20]  of  informatie  worden 

verkregen  over  specifieke  interacties  tussen  myeline  eiwitten  en  lipiden  [21]. 

Het  myeline  eiwit  PLP  is  een  essentieel  eiwit  voor  het  in  stand  houden  van  de 

integriteit van myeline, omdat het de toenadering van de buitenzijden van de lipide 

bilaag,  dus  van  de  twee  verschillende  omwindingen,  faciliteert  [22,23].  PLP  wordt 

via  vesiculair  transport  naar  het  myeline  membraan  getransporteerd,  en  zoals 

weergeven  in  hoofdstuk 3,  is  dit  transport  in  lijn  met  het  gepolariseerd  karakter 

van  OLGs  gereguleerd;  het  myeline  membraan  is  het  doelwit  van  basolateraal 

transport,  terwijl  het  plasma  membraan  van  het  cellichaam  het  doelwit  is  van 

apicale  transport  mechanismen[10,24,25].  We  hebben  aangetoond  dat  PLP, 


Chapter 7

voorafgaand  aan  de  inbouw  in  CHAPS-resistente  membraan  microdomeinen  in 

het  myeline  membraan,  eerst  wordt  getransporteerd  naar  het  plasma  membraan 

van  het  cellichaam  via  een  syntaxin-3  (t-SNARE)-afhankelijke  route,  waarbij 

het  is  ingebouwd  in  TX-100-resistente  microdomeinen.  De  resultaten  laten 

verder  een  sulfatide-gemedieerde  verschuiving  van  PLP  van  TX-100-resistente 

membraan  microdomeinen  naar  CHAPS-resistente  membraan  microdomeinen 

op  het  celoppervlak  zien.  De  apicale-basolaterale  transcytotische  route  van 

PLP  naar  het  myeline  membraan  kan  worden  nagebootst  in  de  gepolariseerde 

levercellijn  HepG2.  Tevens  hebben  wij  kunnen  aantonen  dat  de  conformatie  van 

de  tweede  extracellulaire  lus  van  PLP  verandert  in  aanwezigheid  van  sulfatide. 

Na  de  rol  van  sulfatide  in  het  transcytotische  transport  van  PLP  en  de 

verandering  in  de  laterale  organisatie  van  PLP  in  het  membraan  te  hebben 

vastgesteld,  hebben  we  in  hoofdstuk 4  naar  een  mogelijk  verband  gezocht  tussen 

deze  laterale  organisatie  en  het  dynamisch  gedrag  van  PLP.  Een  extractie  studie 

met  CHAPS  in  een  OLG  cellijn,  OLN-93,  waarin  een  selectieve  expressie  van  GalC 

alleen en GalC en sulfatide mogelijk is, is gebleken dat na een transiente transfectie 

met  PLP,  sulfatide  de  CHAPS  onoplosbaarheid  van  PLP  verhoogd.  Tevens  werd 

een  sulfatide-gemedieerde  afname  van  de  laterale  beweeglijkheid  van  PLP 

gedetecteerd.  Een  vergelijkbare  sulfatide-geïnduceerde  toename  in  de  associatie 

met  CHAPS-resistente  membraan  microdomeinen,  samen  met  een  verminderde 

beweeglijkheid  van  PLP  in  het  membraan,  werd  ook  waargenomen  wanneer 

de  cellen  werden  gekweekt  op  laminine-2,  een  fysiologisch  ECM  substraat  dat 

myelinisatie  stimuleert  en  tevens  bindingsplaatsen  voor  sulfatide  bevat  [26–29] 

.  Daarentegen  bleek  PLP  op  fibronectine,  een  pathologisch  ECM  substraat  dat  de 

vorming  van  myeline  membranen  remt  en  remyelinisatie  in  MS  laesies  [8,9,30] 

schaadt, niet aanwezig te zijn in deze CHAPS-resistente membraan microdomeinen, 

wat  gepaard  ging  met  een  toename  van  de  laterale  beweeglijkheid  van  PLP. 

In  hoofdstuk 4  werd  tevens  de  laterale  organisatie  en  de  mobiliteit  van  een 

andere  belangrijke  myeline  eiwit,  18,5  kDa  MBP,  in  het  membraan  onderzocht. 

De  aanwezigheid  van  GalC,  maar  niet  van  sulfatide,  verhoogde  de  aanwezigheid 

van  18,5  kDa  MBP  in  CHAPS-resistente  membraan  microdomeinen,  wat 

correleerde  met  een  verhoging  van  de  laterale  beweeglijkheid  van  het  eiwit. 

In  tegenstelling  tot  PLP  bleek  de  laterale  mobiliteit  van  18,5  kDa  MBP  niet  te 

verschillen in cellen die gekweekt werden op laminine-2 en fibronectine. Inderdaad, 

eerdere  studies  hebben  aangetoond  dat  de  laterale  mobiliteit  van  MBP  in 

myeline  waarschijnlijk  gereguleerd  wordt  door  oplosbare  signalen  [31].  Daarom 

zullen  tijdens  pathologische  condities  oplosbare  signalen  in  de  extracellulaire 

omgeving,  en  niet  ECM  eiwitten,  de  laterale  organisatie  van  MBP  beïnvloeden. 


Netherlandse Samenvatting

In  MS  laesies  is  de  expressie  van  pro-inflammatoire  cytokines,  zoals  TNFα, 

verhoogd  [32].  In  deze  context  werd  in  hoofdstuk 5  het  effect  van  TNFα  op  MBP 

in  myeliniserende  kweken  onderzocht.  Verrassenderwijs  bleek  dat  blootstelling 

aan  relatief  lage  hoeveelheden  van  TNFα  de  lengte  van  de  myeline  segmenten 

kleiner  maakte.  In  OLG  monokweken  kwam  dit  tot  uiting  in  een  duidelijke  en 

omkeerbare  herverdeling  in  de  lokalisatie  van  MBP,  dat  wil  zeggen  van  myeline 

membranen  naar  primaire  uitlopers.  Dit  werd  gemedieerd  door  TNF  receptor  1 

(TNFR1).  De  overleving  van  de  OLG,  de  hoeveelheid  aan  MBP  eiwit  en  RNA,  en 

de  lokalisatie  van  MBP  mRNA  bleven  onveranderd  na  behandeling  met  TNFα. 

Onze  resultaten  laten  verder  zien  dat  de  TNFα-gemedieerde  herverdeling  van 

MBP  gerelateerd  was  aan  een  dysorganisatie  van  het  actine  cytoskelet,  wat 

gepaard  ging  met  een  verschuiving  van  MBP  van  actine-afhankelijke  naar  actine-

onafhankelijke  membraan  microdomeinen.  Dit  verstoort  waarschijnlijk  de 

barrière  functie  van  MBP  aangezien  een  soortgelijke  herverdeling  van  PLP  naar 

primaire  uitlopers  werd  waargenomen  en  een  herlokalisatie  van  CNP,  een  ander 

OLG  specifiek  eiwit,  in  de  richting  van  myeline  membranen.  Deze  bevindingen 

suggereren  dat  de  permanente  aanwezigheid  van  TNFα  het  in  stand  houden 

van  myeline  membranen  verstoort,  op  een  MBP-  en  actine-afhankelijke  manier. 

De  MBP  eiwit  familie  omvat  verschillende  isoformen  [33]  als  gevolg  van 

alternatieve splicing van een MBP transcript dat is gegenereerd uit een uit 11 exonen 

bestaand  gen  complex  genaamd  Golli  (Gene  in  Oligodendrocyte  Lineage)  [34].  Zo 

ontbreekt exon-II in de postnatale 14 en 18,5 kDa MBP isoformen. Deze isoformen 

bevinden zich voornamelijk in het myeline membraan waar ze een rol spelen in de 

‘verdichting’ van het myeline membraan aan de cytoplasmatische zijde en daarnaast 

ook optreden als een moleculaire barrière voor de opname van eiwitten met grote 

cytoplasmatische  staarten  in  het  myeline  membraan  [34,35].  Daarentegen  zijn  de 

postnatale exon-II positieve 17 en 21,5 kDa MBP isoformen gelokaliseerd in de kern 

en het cytoplasma [36,37]. De expressie van deze isoformen piekt tijdens de vroege 

ontwikkeling van OLGs, maar de functie van deze isoformen is echter nog onduidelijk. 

Daarom is in hoofdstuk 6  de  functie  van  deze  exon-II  bevattende  isoformen 

onderzocht. Hiertoe is gebruik gemaakt van de galactolipide deficiënte OLN-93 cellen 

die niet in staat zijn om postnatale MBP isoformen te produceren. Uit de resultaten 

bleek  dat  OLN-93  cellen  wel  een  MBP  isoform  van  ongeveer  16  kDa  tot  expressie 

brengen,  welke  wij  geïdentificeerd  hebben  als  een  exon-II  positieve  embryonale 

isoform van MBP (e-MBP). e-MBP verschijnt in een vergelijkbaar lokalisatie patroon 

als  postnatale  exon-II  positieve  MBP  isoformen;  voornamelijk  in  de  kern  en  het 

cytoplasma. Als de proliferatie van de cellen werd geremd, werd e-MBP uitgesloten 

van de kern, terwijl bij het herstel van proliferatie e-MBP weer terugkeert in de kern. 


Chapter 7

Dit suggereert een actief pendelen tussen het cytoplasma en de kern als reactie op 

proliferatie.  Opvallend  is  dat  e-MBP  ook  tot  expressie  komt  in  niet-OLG  cellijnen, 

zoals  HepG2,  HeLa  en  HEK293  cellen.  Direct  bewijs  voor  een  rol  van  e-MBP  in  cel 

proliferatie werd verkregen na downregulatie van MBP middels shRNA, waardoor de 

proliferatie  in  alle  geteste  cellijnen  minder  werd.  Bovendien  lieten  imaging  studies 

met  levende  cellen  en  FRAP  (fluorescence  recovery  after  photobleaching)-analyse 

met  fluorescent-gelabeld  exon-II  positief  postnataal  21,5  kDa  MBP  zien,  dat  onder 

prolifererende  condities  21,5  kDa  MBP  hoofdzakelijk  in  de  kern  was  gelokaliseerd, 

terwijl  het  werd  uitgesloten  van  de  kern  als  de  proliferatie  werd  geremd. 

Leptomycin-B (LMB), een remmende stof voor het transport van eiwitten uit de kern, 

verhinderde ook de export van MBP uit de kern. Kortom evenals e-MBP pendelt 21,5 

kDa MBP actief tussen het cytoplasma en de kern als reactie op mitogene modulatie. 

Waarschijnlijk  zijn  de  exon-II  bevattende  MBP  isoformen  cruciale  spelers  in  de 

proliferatie van cellen tijdens de embryonale ontwikkeling en na geboorte voor OPCs.

Kortom,  het  werk  zoals  beschreven  in  dit  proefschrift  heeft  nieuw  inzicht 

verschaft  in  mechanismen  die  verband  houden  met  de  aanmaak  van  myeline, 

en  laten  een  belangrijke  rol  voor  de  myeline  eiwitten  PLP  en  MBP  en  de  typische 

myeline  galactolipiden,  GalC  en  sulfatide  zien.  Verder  is  in  dit  proefschrift 

bewijs  geleverd  dat  gedetailleerde  kennis  van  de  associatie  van  myeline 

eiwitten  met  membraan  microdomeinen  belangrijke  nieuwe  inzichten  geeft  in 

de  vorming  van  myeline  membranen  tijdens  gezonde  en  ziekte-gerelateerde 

omstandigheden.  De  verkregen  kennis  draagt  bij  aan  het  beter  begrijpen 

waarom  de  (her)aanmaak  en  het  onderhoud  van  myeline  faalt  in  MS,  en 

biedt  daardoor  perspectief  voor  het  verder  ontwikkelen  van  therapeutische 

mogelijkheden voor een ziekte waarvan het ontstaan nog grotendeels onbekend is.  





 S.E. Pfeiffer, A.E. Warrington, R. Bansal, The oligodendrocyte and its many cellular processes, Trends Cell 

Biol. 3 (1993) 191–197.


  D.  Clemente,  M.C.  Ortega,  C.  Melero-Jerez,  F.  de  Castro,  The  effect  of  glia-glia  interactions  on 

oligodendrocyte  precursor  cell  biology  during  development  and  in  demyelinating  diseases,  Front.  Cell.  Neurosci.  7 



 R.J.M. Franklin, C. ffrench-Constant, Remyelination in the CNS: from biology to therapy, Nat. Rev. Neurosci. 

9 (2008) 839–855. 


 K.M. Young, K. Psachoulia, R.B. Tripathi, S.-J. Dunn, L. Cossell, D. Attwell, et al., Oligodendrocyte dynamics in 

the healthy adult CNS: evidence for myelin remodeling, Neuron. 77 (2013) 873–885. 


 A. Compston, A. Coles, Multiple sclerosis, Lancet. 372 (2008) 1502–1517. 


 D.S. Titelbaum, A. Degenhardt, R.P. Kinkel, Anti-Tumor Necrosis Factor Alpha-Associated Multiple Sclerosis, 

Am. J. Neuroradiol. 26 (2005) 1548–1550.


  T.B.  Martins,  J.W.  Rose,  T.D.  Jaskowski,  A.R.  Wilson,  D.  Husebye,  H.S.  Seraj,  et  al.,  Analysis  of 

proinflammatory and anti-inflammatory cytokine serum concentrations in patients with multiple sclerosis by using a 

multiplexed immunoassay, Am. J. Clin. Pathol. 136 (2011) 696–704. 


 J.M.J. Stoffels, J.C. de Jonge, M. Stancic, A. Nomden, M.E. van Strien, D. Ma, et al., Fibronectin aggregation 

in multiple sclerosis lesions impairs remyelination, Brain J. Neurol. 136 (2013) 116–131. 


 J.M.J. Stoffels, C. Zhao, W. Baron, Fibronectin in tissue regeneration: timely disassembly of the scaffold is 

necessary to complete the build, Cell. Mol. Life Sci. CMLS. 70 (2013) 4243–4253. 

[10]   W. Baron, D. Hoekstra, On the biogenesis of myelin membranes: sorting, trafficking and cell polarity, FEBS 

Lett. 584 (2010) 1760–1770.

[11]    S.  Aggarwal,  L.  Yurlova,  M.  Simons,  Central  nervous  system  myelin:  structure,  synthesis  and  assembly, 

Trends Cell Biol. 21 (2011) 585–593.

[12]    N.  Snaidero,  W.  Möbius,  T.  Czopka,  L.H.P.  Hekking,  C.  Mathisen,  D.  Verkleij,  et  al.,  Myelin  membrane 

wrapping of CNS axons by PI(3,4,5)P3-dependent polarized growth at the inner tongue, Cell. 156 (2014) 277–290.

[13]   N. Jackman, A. Ishii, R. Bansal, Oligodendrocyte Development and Myelin Biogenesis: Parsing Out the Roles 

of Glycosphingolipids, Physiology. 24 (2009) 290–297. 

[14]   O. Maier, W. Baron, D. Hoekstra, Reduced raft-association of NF155 in active MS-lesions is accompanied by 

the disruption of the paranodal junction, Glia. 55 (2007) 885–895. 

[15]    E.  Gielen,  J.  Vercammen,  J.  Sýkora,  J.  Humpolickova,  M.  Vandeven,  A.  Benda,  et  al.,  Diffusion  of 

sphingomyelin and myelin oligodendrocyte glycoprotein in the membrane of OLN-93 oligodendroglial cells studied by 

fluorescence correlation spectroscopy, C. R. Biol. 328 (2005) 1057–1064. 

[16]    E.  Gielen,  N.  Smisdom,  M.  vandeVen,  B.  De  Clercq,  E.  Gratton,  M.  Digman,  et  al.,  Measuring  diffusion 

of  lipid-like  probes  in  artificial  and  natural  membranes  by  raster  image  correlation  spectroscopy  (RICS):  use  of  a 

commercial laser-scanning microscope with analog detection, Langmuir ACS J. Surf. Colloids. 25 (2009) 5209–5218.

[17]    E.  Gielen,  N.  Smisdom,  B.  De  Clercq,  M.  Vandeven,  R.  Gijsbers,  Z.  Debyser,  et  al.,  Diffusion  of  myelin 

oligodendrocyte  glycoprotein  in  living  OLN-93  cells  investigated  by  raster-scanning  image  correlation  spectroscopy 

(RICS), J. Fluoresc. 18 (2008) 813–819.

[18]    N.  Kahya,  D.  Scherfeld,  P.  Schwille,  Differential  lipid  packing  abilities  and  dynamics  in  giant  unilamellar 

vesicles composed of short-chain saturated glycerol-phospholipids, sphingomyelin and cholesterol, Chem. Phys. Lipids. 

135 (2005) 169–180. 

[19]   M.J. Hope, M.B. Bally, G. Webb, P.R. Cullis, Production of large unilamellar vesicles by a rapid extrusion 

procedure:  characterization  of  size  distribution,  trapped  volume  and  ability  to  maintain  a  membrane  potential, 

Biochim. Biophys. Acta. 812 (1985) 55–65.

[20]    S.N.  Pinto,  L.C.  Silva,  A.H.  Futerman,  M.  Prieto,  Effect  of  ceramide  structure  on  membrane  biophysical 

properties: The role of acyl chain length and unsaturation, Biochim. Biophys. Acta BBA - Biomembr. 1808 (2011) 2753–


[21]   J.M. Boggs, P.M. Yip, G. Rangaraj, E. Jo, Effect of Posttranslational Modifications to Myelin Basic Protein on 

Its Ability to Aggregate Acidic Lipid Vesicles†, Biochemistry (Mosc.). 36 (1997) 5065–5071. 

[22]   J.M. Greer, M.B. Lees, Myelin proteolipid protein--the first 50 years, Int. J. Biochem. Cell Biol. 34 (2002) 


[23]   M. Bakhti, N. Snaidero, D. Schneider, S. Aggarwal, W. Möbius, A. Janshoff, et al., Loss of electrostatic cell-

surface  repulsion  mediates  myelin  membrane  adhesion  and  compaction  in  the  central  nervous  system,  Proc.  Natl. 

Acad. Sci. U. S. A. 110 (2013) 3143–3148. 


Chapter 7

[24]    K.  Trajkovic,  A.S.  Dhaunchak,  J.T.  Goncalves,  D.  Wenzel,  A.  Schneider,  G.  Bunt,  et  al.,  Neuron  to  Glia 

Signaling Triggers Myelin Membrane Exocytosis from Endosomal Storage Sites, J. Cell Biol. 172 (2006) 937–948. 

[25]   R. White, E.-M. Krämer-Albers, Axon-glia interaction and membrane traffic in myelin formation, Front. Cell. 

Neurosci. 7 (2014) 284. 

[26]   P.C. Buttery, C. ffrench-Constant, Laminin-2/integrin interactions enhance myelin membrane formation by 

oligodendrocytes, Mol. Cell. Neurosci. 14 (1999) 199–212. 

[27]    S.J.  Chun,  M.N.  Rasband,  R.L.  Sidman,  A.A.  Habib,  T.  Vartanian,  Integrin-linked  kinase  is  required  for 

laminin-2–induced oligodendrocyte cell spreading and CNS myelination, J. Cell Biol. 163 (2003) 397–408. 

[28]   D.D. Roberts, C.N. Rao, J.L. Magnani, S.L. Spitalnik, L.A. Liotta, V. Ginsburg, Laminin binds specifically to 

sulfated glycolipids, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 82 (1985) 1306–1310.

[29]   H. Colognato, P.D. Yurchenco, Form and function: the laminin family of heterotrimers, Dev. Dyn. Off. Publ. 

Am. Assoc. Anat. 218 (2000) 213–234. 

[30]   Z. Sisková, V.W. Yong, A. Nomden, M. van Strien, D. Hoekstra, W. Baron, Fibronectin attenuates process 

outgrowth in oligodendrocytes by mislocalizing MMP-9 activity, Mol. Cell. Neurosci. 42 (2009) 234–242.

[31]   D. Fitzner, A. Schneider, A. Kippert, W. M|[ouml]|bius, K.I. Willig, S.W. Hell, et al., Myelin basic protein-

dependent plasma membrane reorganization in the formation of myelin, EMBO J. 25 (2006) 5037–5048. 

[32]    A.  Caminero,  M.  Comabella,  X.  Montalban,  Tumor  necrosis  factor  alpha  (TNF-α),  anti-TNF-α  and 

demyelination revisited: an ongoing story, J. Neuroimmunol. 234 (2011) 1–6. 

[33]   J.M. Boggs, Myelin basic protein: a multifunctional protein, Cell. Mol. Life Sci. CMLS. 63 (2006) 1945–1961. 

[34]    G.  Harauz,  J.M.  Boggs,  Myelin  management  by  the  18.5-kDa  and  21.5-kDa  classic  myelin  basic  protein 

isoforms, J. Neurochem. 125 (2013) 334–361.

[35]   S. Aggarwal, L. Yurlova, N. Snaidero, C. Reetz, S. Frey, J. Zimmermann, et al., A size barrier limits protein 

diffusion at the cell surface to generate lipid-rich myelin-membrane sheets, Dev. Cell. 21 (2011) 445–456.

[36]   E. Barbarese, J.H. Carson, P.E. Braun, Accumulation of the four myelin basic proteins in mouse brain during 

development, J. Neurochem. 31 (1978) 779–782.

[37]   L. Pedraza, Nuclear transport of myelin basic protein, J. Neurosci. Res. 50 (1997) 258–264.

[38]    J.  van  Horssen,  C.D.  Dijkstra,  H.E.  de  Vries,  The  extracellular  matrix  in  multiple  sclerosis  pathology,  J. 

Neurochem. 103 (2007) 1293–1301.

[39]    B.N.  Marbois,  K.F.  Faull,  A.L.  Fluharty,  S.  Raval-Fernandes,  L.H.  Rome,  Analysis  of  sulfatide  from  rat 

cerebellum  and  multiple  sclerosis  white matter by negative ion  electrospray mass  spectrometry, Biochim.  Biophys. 

Acta. 1484 (2000) 59–70.

[40]    R.W.R.  Baker,  H.  Sanders,  R.H.S.  Thompson,  K.J.  Zilkha,  Serum  cholesterol  linoleate  levels  in  multiple 

sclerosis, J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 28 (1965) 212–217.

[41]   C.E. Teunissen, C.D. Dijkstra, C.H. Polman, E.L.J. Hoogervorst, K. von Bergmann, D. Lütjohann, Decreased 

levels of the brain specific 24S-hydroxycholesterol and cholesterol precursors in serum of multiple sclerosis patients, 

Neurosci. Lett. 347 (2003) 159–162. 

[42]   D.F. Legler, O. Micheau, M.-A. Doucey, J. Tschopp, C. Bron, Recruitment of TNF receptor 1 to lipid rafts is 

essential for TNFalpha-mediated NF-kappaB activation, Immunity. 18 (2003) 655–664.

[43]   J.R. Muppidi, J. Tschopp, R.M. Siegel, Life and death decisions: secondary complexes and lipid rafts in TNF 

receptor family signal transduction, Immunity. 21 (2004) 461–465. 

[44]    N.  Ishida,  T.  Hara,  T.  Kamura,  M.  Yoshida,  K.  Nakayama,  K.I.  Nakayama,  Phosphorylation  of  p27Kip1  on 

serine 10 is required for its binding to CRM1 and nuclear export, J. Biol. Chem. 277 (2002) 14355–14358. 




Approx, approxemately

BC, bile canaliculus 

BSA, bovine serum albümin

BrdU, 5-Bromo-2′-deoxy-uridine

cAMP, Cyclic adenosine monophosphate

CDK, cyclin-dependent kinase

CGT, ceramide glucosyltransferase

CHAPS, 3-[(3-cholamidopropyl)


CNP, 2’, 3’-cyclic-nucleotide 3’-


CNS, central nervous system; 

CRM1, chromosome region maintenance1; 

CN, cytoplasm nucleus; 

CSPGs, chondroitin sulfate proteoglycans

CST, cerebroside sulfotransferase

Ctrl, control

DIV, days in vitro

FCS, fetal calf serum;

FCS, fluorescence correlation spectroscopy;

FCCS,  fluorescence cross-correlation 


FGF, fibroblast growth factor;

Fn, fibronectin

FRAP, fluorescence recovery after 


FRET, Förster resonance energy transfer 

e-MBP, embryonic myelin basic protein;

EM, electron microscopy

ECM, extracellular matrix

GalC, galactosylceramide

GD3, ganglioside 3

GFP, green fluorescent protein;

Golli, gene in the oligodendrocyte lineage; 

GUVs, giant unilamellar vesicles;

GSL, glycosphingolipids 

HD, high density;

IFNγ, interferon gama

IGF-1, insulin like growth factor 1

IL1β, interleukin 1 beta

IPL, intraperiod line  

LD, low density;

Ld, liquid disordered

LDH, lactate dehydrogenase

LMB, leptomycin B;

Ln2, laminin-2

Lo, liquid ordered 

LUVs, large unilamellar vesicles

mAb, monoclonal antibody;

MAG, myelin associated glycoprotein  

MBP, myelin basic protein;

MDCK, Madin-Darby canine kidney

MOG, myelin oligodendrocyte glycoprotein;

MS, multiple sclerosis

MTT, 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-

diphenyltetrazolium bromide

NC, nucleus cytoplasm;

NES, nuclear export signal;

NF155, neurofascin155

NGS, normal goat serum

N&B, number and brightness analyses 

OLGs, oligodendrocytes 

OPC, oligodendrocyte progenitor cell; 

pAb, polyclonal antibody;

PCH, photon counting histogram

PBS, phosphate-buffered saline; 

PDGF, platelet-derived growth factor;

PIE-FI, pulsed interleaved excitation 

fluctuation imaging;

PFA, paraformaldehyde;

PNS, post-nuclear supernatant

PSF, point spread function

RER, rough endoplasmic reticulum 

RICS, raster image correlation spectroscopy 

PI, phosphatidylinositol

PIP2, phosphatidylinositol 4,5-Biphosphate

PLL, poly-L-lysine;

PLP, proteolipid protein

PMD, Pelizaeus-Merzbacher disease

PS, phosphatidylserine 

RFP, red fluorescent protein; 

RT, room temperature;

SD, standard deviation

SEM, standard error of the mean 

SF, serum-free

s-FCS, scanning fluorescence correlation 


SPLSs, supported bilayers

sv-FCS, spot variation fluorescence correlation 


S3, syntaxin 3

qPCR, Real-Time quantitative polymerase 

chain reaction

TLC, thin layer chromatography

TNF1, TNF receptor 1 

TNFα, tumor necrosis factor α

2C1D, 2 components 1 dimension;

2C2D, 2 components 2 dimensions




It was 5 years ago I took my two luggage and tried to find a city where I had never 

been in my life. I believe that my first train journey from Schiphol to Groningen was 

the longest journey ever during my stay in Netherlands. What I was seeing through the 

windows of the train were the feelings such as curiosity, excitement and fear about my 

new life in Groningen. I did not know a single person or a place. 5 years later; now, it is 

time leave Groningen, the city which now means a lot to me… 

I  had  many  people  supported  me  during  this  journey.  First,  I  would  like  to  take 

this opportunity to express my sincere gratitude and deep regards to my supervisors 

Nicoletta, Wia and my promoter Dick; without their support, the completion of this 

degree would not have been possible. Nicoletta; thank you for introducing me to the 

fascinating biophysics world from which I learned a lot and also thanks for supporting 

me  from  a  distance.  Wia;  many  thanks  for  your  great  support  along  my  projects, 

and  for  sharing  your  expertise  in  myelin  biology  with  me.  Dick;  thank  you  for  your 

continuous guidance,  support and encouragement.

I thank to all (former) MCB members, DCB members and BCN members, Mirjana, 

Anita,  Sven,  Inge,  Jan  Willem,  Ena,  Peng,  Inge  (MS  group),  Leon,  Edwin,  Peter, 

Frederike, Lucja, Faya, Marjolein, Chantal, Judith, Katica, Roberta, Magda, Julia, Judith, 

Erik, Michel, Nai-Hua, Ruby, Jeroen, Yvon, Tini, Jan Wijbenga, Wya, Greetje, Diana and 

Janine. I also would like to thank Karin, Jenny and Ina for helping me to perform some 

experiments and for our nice lab chats. Special thanks to Gerry for her great support 

from  day  1  until  my  last  day.  Another  special  person  is  Klaas  Sjollema  who  spent 

almost all his time to help me with all kind of settings at the  microscopy floor without 

any  complains.  Because  of  his  generous  time  and  effort  I  have  greatly  improved 

my microscopy knowledge. I am also thankful to Ben Giepmans for his interest and 

support to my projects.

Many, many thanks to my dear colleague and close friend Erdinç, who made this 

opportunity  real  by  encouraging  me  to  step  into  this  life-time  experience.  During 

my Ph.D. period, I had so many wonderful friends with whom I shared my life with. 

I want to thank Ana, for being a real sister and sharing unforgettable memories with 

me (Groningen curtain princess); also to Jing for being an awesome friend, colleague 

and  sister,  and  for  supporting  me  during  my  difficult  times;  to  Charlotte  for  being 

a  very  sincere  friend  and  sending  me  positive  energy  all  the  time;  to  Christiaan 



(annoying orange) for sometimes being the only person who understands me, sharing 

his experiences with me and of course sharing Sheff’s pictures :) ; to Herschel for his 

supportive  friendship,  funny  stories,  mid-night  lab  chats  and  6th  floor  memories; 

to  Bispo  for  introducing  so  many  colors  to  my  life;  to  Zia  for  being  patient  all  the 

time  to  chat  with  depressed  Hande  with  a  big  smile;  to  Josephine  for  very  fruitful 

conversations and nice coffee breaks; to Peter for being a very friendly officemate; to 

Arend for saving me from a killer (!) bee and to Fung for making me laugh all the time. 

My special friend Jethro, thanks a lot for everything! I also express my warm thanks to 

my friends Mehran and Milind for being loyal friends. 

In  addition,  I  would  like  to  thank  Don  Lamb,  Jelle  Hendrix,  Waldemar  Schrimpf 

and all the other lab members for our fruitful collaboration. I also would like to thank 

Graham Smith, Prof. George Harauz and Prof. Joan Boggs for our collaboration.

Special thanks to Jimmy (Cumhur) for being with me all the time and sharing the 

different flavors of life during my Ph.D. period. 

Ve Groningenli Turk ahalisi, sizlerin yeri ayrı dili de ayrı olsun dedim :) Groningen 

dönüşü ağlamama sebep olan İlke, Bora ve Kübraya buradan selamlar sevgiler. Sizin 

yüzünden Groningenden hiç ayrılamayacaktım az kalsın! Nedenleri niyeleri de bizde 

saklı  kalsın:)  .  Doktoram  esnasında  tanıstığım  hayatıma  anlam  katan;  biricik  adaşım 

Hande, Şebnem, Naima, Orcun, Seniz, Ozan, Piray, Ebru, Berfu, Devrim, Volkan, Turan 

ve  Serra’ya  da  tesekkur  ederim.  Doktoram  süresince  telefonlarımla  bunalttığım, 

bıkmadan usanmadan beni dinleyen ve yanımda olan annem Yegane, babam Ünsal ve 

halam Zerrin’e de çok teşekkür ediyorum.

My  final  deepest  thanks  and  indebtedness  to  Can,  for  not  only  being  with  me 

during the tears of joy but also during the tears of sadness…

I will miss you Groningen, thanks for being a wonderful city!


                                                     Hande Ozgen, 2014

Dostları ilə paylaş:

Verilənlər bazası müəlliflik hüququ ilə müdafiə olunur © 2019
rəhbərliyinə müraciət

    Ana səhifə