Microsoft Word Ksi\271\277ka abstrakt\363w doc

 
 
 
 
 
 
 
XIV
h
 International Conference on Molecular Spectroscopy, Białka Tatrzańska 2017
 
216
T2: P–1 
2D ATR FTIR correlation analysis adaxial and abaxial surfaces of 
Urtica dioica
 leaves 
 
Paulina Moskal
1
, Aleksandra Wesełucha-Birczyńska
1
, 
Maria Łabanowska
1
, and Maria Filek
2
 
 
1 
Faculty of Chemistry, Jagiellonian University, Krakow, Poland, e-mail: [e-mail] 
2 
Institute of Plant Physiology, Polish Academy of Sciences, Krakow, Poland 
 
 
Urtica dioica
 occurs widely all around the world. Although it is often referred to as a weed, 
the  content  of  valuable  biological  substances  making  that  nettle  can  be  considered  as  an 
important source of medicinal and cosmetic ingredients [1]. 
 
Attenuated total  reflectance Fourier  transform infrared  spectroscopy (ATR-FTIR) is a very 
useful  non  destructive  method  in  the  study  of  plant  material.  The  aim  of  this  study  was  to 
compare  adaxial  and  abaxial  surfaces  of  leaf  during  their  growth  from  two  areas  of    different 
environmental  pollution.  Leaves  were  collected  every  month  between  March  and  May,  from 
natural  habitats  of  Bieszczady  Mountain  and  from  the  south-eastern  part  of  city  of  Kraków, 
district Piaski Wielkie. Lyophilized nettle leaves were investigated  using ATR-FTIR technique. 
 
The  measured  ATR-FTIR  spectra  for  the  upper  and  lower  leaf  surfaces,  from  both  areas, 
were  relatively  similar.  Therefore,  2D  correlation  method  was  applied  to  find  changes  and 
differences  in  their  spectra.  ATR-FTIR  spectra  were  used  as  an  imput  data  while  the  time  of 
leaves  collection  was  regarded  as  an  external  perturbation  [2,  3].  The  2D  ATR-FTIR 
synchronous and asynchronous correlation maps were analyzed in the 1800–900 cm
−1
 range. 2D 
synchronous  correlation maps  for  samples  coming  from the area  of the  Bieszczady Mountains 
and Krakow are different in pattern. For the samples from Bieszczady changes occur mainly in 
the cell  wall  polysaccharides,  especially  of pectin at  1100  cm
−1
 [4]  and cellulose  at 987,  1000 
and 1067 cm
−1
 [4–6]. Meanwhile, for samples from Kraków the significant changes take place in 
the bands characteristic for Amide I, Amide II and also polysaccharides at 1365 cm
−1
  and pectin 
at 1106 cm
−1
 [4–6]. In both samples, clearer changes were observed in abaxial surfaces of leaf. 
Asynchronous  correlation  maps  for  samples  from  both  areas  are  very  similar  to  each  other. 
Cross-peaks appear roughly in the same positions. However, some of cross-peaks demonstrate a 
different  order  of  changes,    what  indicates  the  influence  of  the  environment.  Additionally  the 
upper and lower leaf surfaces, for both areas, are differed mainly the intensity of the cross peaks. 
 
Keywords: Urtica dioica, adaxial and abaxial leaf surface; attenuated total reflectance FT-IR spectroscopy 
 
 
     (ATR-FTIR); 2D Correlation  
 
References  
[1]  R. Upton, 3 (2013) 9. 
[2]  I. Noda, 47 (1993) 1329. 
[3]  2Dshige (c) Shigeaki Morita, Kwansei-Gakuin University, 2004-2005. 
[4]  J.K.C. Rose, The Plant Cell Wall, Blackwell Publishing Ltd, Oxford, 2003 
[5]  H. Schulz, M. Baranska, 43 (2007) 13–25 
[6]  S.T. Gorgulu, M. Dogan, F. Severcan, 61(3) (2007) 300. 
 
 
 
 
 

---

 
 
 
 
 
 
 
XIV
h
 International Conference on Molecular Spectroscopy, Białka Tatrzańska 2017
 
 
217
T2: P–2 
Human leukocytes in malaria investigated by Raman spectroscopy 
 
Aleksandra Wesełucha-Birczyńska
1
, Anna Kołodziej
1
, Jacek Czepiel
2,3
, 
Paulina Moskal
1
, Malwina Birczyńska
3
, Grażyna Biesiada
2,3
, 
and Aleksander Garlicki
2,3
 
 
1 
Faculty of Chemistry, Jagiellonian University, Kraków, Poland; e-mail: [e-mail] 
2 
Department of Infectious Diseases, Jagiellonian University, Medical College, Kraków, Poland 
3 
Department of Infectious Diseases, The University Hospital in Kraków, Kraków, Poland
 
 
 
Along  with  tuberculosis  and  AIDS,  malaria  remains  the  biggest  public  health  problem  in  the  world. 
According to the World Malaria Report created by WHO in 2016 [1], about 212 million cases of malaria 
was reported in 2015, and half of million have died. It was also estimated that malaria caused about 70% of 
global mortality in children under 5. More than 90% of incidences happen in Africa Region, what means 
malaria is a tropical disease. However, the endemic region of malaria is a lot larger than Africa and includes 
91 countries, inhabited by 3 billion of people, which makes about 40% of total world population. 
 
Malaria  is  a  parasitic  disease  causes  by  one  of  Plasmodium  parasites  species,  among  which  P. 
falciparum is the most human life-threatening one. The vectors of malaria are female Anopheles mosquitoes 
which spread the disease to people by the bites. Firstly, the invasive forms of parasite infect human liver 
cells where they mature. After that, they are ready to attack erythrocytes, where they undergo replications 
leading  to  red  blood  cells’  rupture  [2].  The  clinical  malaria  symptoms  are  non-characteristic,  typically 
include  fever,  shivers,  vomiting  and  headaches.  Untreated  malaria  quickly  transforms  to  severe  malaria, 
which usually results in death [3]. 
 
The mechanism of disease remains unknown in lots of areas. It is observed that the leukocyte counts is 
low and their functions are blocked during malaria infection, even if erythrocytes are likely to rupture. One 
of  the  reasons  causes  this unusually  occurrence  may  be  disturbance and  even  inhibition  of  macrophages 
function  by  phagocytosed  hemozoin,  which  is  plasmodium  hemoglobin  degradation  product  [4].  In 
addition,  the  excessive  immune  activation  by  parasites,  mostly  neutrofiles  and  also  macrophages,  is 
believed to lead to the immunopathology [5]. 
 
Raman microspectroscopy was used to follow changes in white blood cells (leukocytes) during malaria 
infection. Raman spectra of the blood samples were obtained from 5 hospitalized malaria infected patients, 
who
 
were
 
being
 
treated
 
in
 
the
 
Department
 
of
 
Infectious
 
Diseases,
 
Jagiellonian
 
University
 
Hospital
 
in
 
Krakow. 
 
Leukocytes  are  quite  complex  cells,  therefore  the  analysis  of  obtained  spectra  was  a  difficult  task. 
However, the PCA (Principal Components Analysis) showed that there are separation between  the spectra 
that  were  taken  in  the  first  and  seventh  hospitalization  day,  for  big  macrophage  cells,  of  about  15  μm 
diameter, and also for  neutrofiles, of about 10 μm diameter. The most prevalent bands, that come from the 
cells  in initial stadium of disease and differ from that after treatment  appear at about 2970 cm
–1
 (in plane 
asymmetrical CH stretching vibrations of CH
3
), 2945 cm
–1
 (symmetrical CH stretching vibrations of CH
3
), 
1490 cm
–1
 (CH
2
 and CH
3
 deformation vibrations), seem to reflect the formation of lipoperoxides within cell 
as  a  result  of  inhibition  of  macrophage  function  [4,  6].  Neutrophils  on  the  first  day  of  the  disease 
characterizes the 1358 cm
–1
 vibration of heme ν
4
 mode [7]. It is worth noting that PCA analysis revealed 
that leukocytes  after treatment,  although the morphology indicates full recovery  from  malaria, still  differ 
from the healthy ones (obtained from healthy volunteers).  
 
Our study confirmed showed that Raman microspectroscopy is useful technique to follow changes in 
white blood cells during malaria.  
 
Keywords: Malaria; Leukocytes; Raman micro-spectroscopy; PCA 
 
References  
[1]  World Health Organization, “World malaria report 2016”, pp. 39. 
[2]   “Malaria,  Parasite  Biology”,  DPDx  -  Laboratory  Identification  of  Parasitic  Diseases  of  Public  Health 
Concern, CDC Centers for Disease Control and Prevention, 3 May 2016, Web. 24 Apr. 2017 
[3]  J. Knap, P. Myjak, Malaria in Poland and in the world - yesterday and today, (in Polish), Alfa Medica Press, 
Bielsko-Biała, 2009. 
[4]  B. Urban, D. Roberts,  Current Opinion in Immunology 14 (2002) 458. 
[5]  C. Chua, G. Brown, J. Hamilton, S. Rogerson, P. Boeuf,  Trends in Parasitology 29 (2013) 26. 
[6]  A.T. Tu, Raman Spectroscopy in Biology: Principles and Applications, John Wiley&Sons, New York, 1982. 
[7]  M.
 
Kozicki,
 
J.
 
Czepiel,
 
G.
 
Biesiada,
 
P.
 
Nowak,
 
A.
 
Garlicki,
 
A.
 
Wesełucha-Birczynska,
 
Analyst
 
140
 
(2015)
 
8007. 

---