Microsoft Word Ksi\271\277ka abstrakt\363w doc

 
 
 
 
 
 
 
XIV
h
 International Conference on Molecular Spectroscopy, Białka Tatrzańska 2017
 
218
T2: P–3 
Raman spectroscopy of red blood cells in sepsis 
 
Aleksandra Wesełucha-Birczyńska
1
, Magdalena Kołodziej
1
, Jacek Czepiel
2,3
, 
Mateusz Kozicki
1
, Julia Sacharz
1
, Malwina Birczyńska
3
, Grażyna Biesiada
2,3
, 
and Aleksander Garlicki
2,3
 
 
1 
Faculty of Chemistry, Jagiellonian University, Kraków, Poland, e-mail: [e-mail] 
2 
Department of Infectious Diseases, Jagiellonian University, Medical College, Kraków, Poland 
3 
Department of Infectious Diseases, The University Hospital in Kraków,  Kraków, Poland 
  
 
Sepsis is one of the main reason of high mortality ratio around the world, according to the 
WHO statistical data from 2015 [1]. Even if the majority number of women's deaths is caused 
by complications during pregnancy, about 11% of that deaths is caused by sepsis. Additionally, 
in the USA, in the period 1999–2014, sepsis was identified as a cause of 6% of all death cases, 
and is the leading cause of death occurred in 22% of cases [2]. A high mortality rate is the result 
of  difficulty  in  diagnosing  sepsis,  as  this  term  defines  an  organism's  response  to  an  infection 
rather than an independent disease entity. In 2016 new definition of sepsis was created as “life-
threatening organ dysfunction caused by a dysregulated host response to infection” [3], so any 
type  of  infection  (bacterial,  viral  or  fungal)  can  lead  to  septic  reaction.  The  most  common 
bacteria, sources of infection, are pneumonia and meningitides. Thus vaccination is the way to 
prevent the causes of sepsis.  
 
There are many important organ dysfunction during sepsis and the relevant alterations take 
place in red blood cells (RBCs). RBCs play a principal role in our organism in delivering some 
substances  such  us  oxygen  from  lungs  to  the  body  tissues  via  blood.  The  cytoplasm  of  RBCs 
contains a hemoglobin  –  allosteric  metalloprotein responsible for  transport  oxygen  and carbon 
dioxide. It consists of protein subunit (globin) and heme group, which are able to bind to oxygen 
molecules. 
 
Micro-Raman  spectra  of  the  blood  samples  from  5  hospitalized  septic  patients,  were 
obtained using 514.5 nm and 785 nm laser lines. These data were compared with Raman spectra 
of  control  group  of    healthy  volunteers.  Application  of  the  statistical  method  –  Principal 
Component  Analysis  allows  to  find  differences  between  Raman  spectra  of  single  RBCs  of  
heatlhy  volunteers  and  septic  patients,  and  consequently  to  find  biomarker  bands.  The  PC-1 
loading  plot  indicates  clearly  visible  as  minima  at  950  and  970  cm
−1
  due  to  protein  νCC 
backbone  vibrations  and  to  νCC  of  unordered  protein  and  lipids  vibrations,  respectively, 
characterizing septic condition. Additionally 740 and 1305 cm
−1
 of heme ν
16
 mode with Thr and 
heme ν
21
 mode are correlated with septic patients data [5, 6]. Analysis of average Raman spectra 
of  erythrocyte  membrane,  show  the  alterations  observed  for  septic  patients,  relatively  well 
described by a I
1130
/I
1075
 intensity ratio. Decreasing value of I
1130
/I
1075
 intensity ratio describes the 
decreasing fluidity of cells membranes for septic patients [7].  
 
Keywords: Sepsis; Erythrocytes; Raman micro-spectroscopy; PCA  
 
References  
[1]  World Health Statistic 2015, World Health Organization, WHO Library Cataloguing-in-Publication Data 
[2]  L. Epstein, R. Dantes, S. Magill, A. Fiore. Varying Estimates of Sepsis Mortality Using Death Certificates 
and Administrative Codes — United States, 1999–2014. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 65 (2016) 342. 
[3]  M. Singer,  C. S. DeutschmanC. W. Seymour, M. Shankar-Hari, D. Annane, M. Bauer, R. Bellomo, G. R. 
Bernard, J.-D. Chiche, C. M. Coopersmith, R. S. Hotchkiss, M. M. Levy, J. C. Marshall, G. S. Martin, S. M. 
Opal, G. D. Rubenfeld, T. van der Poll, J.-L. Vincent, D. C. Angus, JAMA. 315 (2016)  80. 
[4]  W. Eatin, E. R. Henry, J. Hofrichter, A. Mozzarelli, Nature Structural & Molecular Biol. 6 (1999) 351.  
[5]  A.T. Tu, Raman Spectroscopy in Biology: Principles and Applications, John Wiley&Sons, New York, 1982. 
[6]  A. Wesełucha-Birczynska, M. Kozicki, J. Czepiel, M. Łabanowska, P. Nowak, G. Kowalczyk, M. Kurdziel, 
M. Birczynska, G. Biesiada, T. Mach, A. Garlicki, J. Mol. Struct. 1069 (2014) 305. 
[7]  M.
 
Kozicki,
 
J.
 
Czepiel,
 
G.
 
Biesiada,
 
P.
 
Nowak,
 
A.
 
Garlicki,
 
A.
 
Wesełucha-Birczynska,
 
Analyst
 
140
 
(2015)
 
8007. 

---

 
 
 
 
 
 
 
XIV
h
 International Conference on Molecular Spectroscopy, Białka Tatrzańska 2017
 
 
219
T2: P–4 
Temperature effect on secondary structure of fish skin collagen: FT 
NIR Raman study 
 
Maria Połomska
1
, Leszek Kubisz
2
, Jacek Wolak
1
, Dorota Hojan-Jezierska
2
, 
and Marlena Gauza-Włodarczyk
2
 
 
1 
Institute of Molecular Physics, Polish Academy of Sciences, Smoluchowskiego 17, 60-179  Poznań, 
Poland, e-mail: [e-mail] 
2 
Department of Biophysics, University of Medical Sciences, Grunwaldzka 6, 60-780  Poznań, Poland
 
 
 
Exogenous collagen is widely used in medicine, tissue engineering and cosmetology due to its excellent 
biocompatibility  and  safety  [1].  The  reported  transmission  of  spongiform  encephalophaties  (BSE)  to 
humans  stimulated    the  development  of  other  sources  of  collagen  excluding  mammals    The  increasing  
interest in fish collagen is related to its properties,  the absence of some pathogen transferred by mammalian 
collagen and its capability to carry other substances. The basic structural unit of collagen consists of three 
polypeptide chains that are coiled together around the central axis in a right-handed triple helix [2, 3]. The 
polypeptide  chains  forming  the  collagen  structural  units  are  rich  in  glycine  (Gly),  proline  (Pro)  and 
hydroxyproline  (Hyp)  residues    linked  together  in  a  characteristic  repeating  pattern  X
Pro
-Y
Hyp
-Gly. 
Sequence analysis of collagen type I chains reveals that the most frequent secondary structure is α-helix, β-
sheet  and irregular conformation [4, 5]. The triple helix structure is maintained mainly by hydrogen bonds 
between the –NH group of glycine and carbonyl  group C=O of residues from another polypeptide chain or 
by hydrogen bonds with water molecules. The ladder of hydrogen bonds observed in the crystal structure is 
essential for holding the triple helix together, whereas its absence in natural collagen leads to a variety of 
pathological  situations  [5].  The  secondary  structure  of  native  collagen  is  influenced  by  various  external 
factors,  such  as:  temperature  and  a  number  of  chemical  factors  or  mechanical  effects.  The  present  work 
reports the findings of our studies of collagen obtained by acid hydration method from the skin of silver 
carp fish (Hypophthalmichthys molitrix) [6]. The results of the study were compared with the same study 
performed for the collagen obtained from bovine Achilles tendon (BAT). All changes in protein changes in 
the secondary structure of collagen could be studied by means of Raman spectroscopy, which is particularly 
useful for this purpose. The changes are reflected in the position of Raman bands, their intensity and their 
spectral  width.    The  analysis  of  the  recorded  Raman  spectra  of  fish  skin  collagen  (FSC)  at  ambient 
temperature revealed a relatively high content of α-helix structure in a film produced from collagen gel. The 
significant  content  of  α-helix structure  is suggested  by the high intensity  of  the bands related to amide I 
along with  amide III, at ~1666 and ~1274 cm
–1
, respectively. The intensities of both bands are much higher 
than the intensities of the corresponding bands for the BAT collagen. Temperature effects on the Raman 
spectra of FS collagen are negligible up to the temperature 358 K. Above this temperature, the content of α-
helix structure is reduced and beneficial to β-sheet structure and other disordered structures and the Raman 
spectrum of FS collagen resembles the Raman spectrum of BAT collagen. Therefore, one can conclude that 
FS collagen studied by us is thermally stable up to ~358 K. Temperature studies of Raman spectra changes 
in  BAT  collagen  showed  that  the  character  of  Raman  spectra  does  not  undergo  any  change  in  the 
temperature range from 300 to 403 K.  
 
The high content of α-helix structure in FS collagen, obtained by the method described in the patent [6] 
suggests  its  potentially  good  biocompatibility,  hence  a  variety  of  possible  applications  in  medicine  and 
cosmetology.  
 
Keywords: biomaterials; collagen; secondary structure; Raman spectroscopy  
 
Acknowledgment 
This work is supported by the project COLLRAN (ID 245480)  co-financed by the National Centre of Research 
and Development, Poland,  within the framework of Applied Research Programme path B. 
 
References  
[1]  Chi H. Lee, A. Singla, Y. Lee, Int. J. Pharmaceut. 221(2001) 1. 
[2]  K. Okuyama, X. Xu, M. Iguchi, K. Noguchi, Biopolymers (Pept. Sci.) 84 (2005) 181. 
[3]  M.D. Shoulders, R.T. Raines, Annu. Rev. Biochem. 78 (2009) 929. 
[4]  S.A. Overman, G.J. Thomas Jr., Biochemistry 37 (1998) 5654. 
[5]  K. Gullekson, L. Lucas, K. Hewitt , L. Kreplak, Biophys. Journal 100 (2011) 1837. 
[6]  J.E. Przybylski, K. Siemaszko-Przybylska, Patent 190737 Patent Office, Republic of Poland, (2002). 

---