Synaptic elimination and the complement system in

Jonny Daborg 

19 

extracellular field potentials (Andersen 2007). In addition, the hippocampus 

is the site in the brain where AD pathology usually first appears, making it 

highly relevant to study considering the aims of this thesis. 

The  acute  hippocampal  slice  preparation  was  chosen  for  most  of  the 

electrophysiological  studies  because  it  leaves  much  of  the  circuitry  intact 

while still allowing for pharmacological manipulation. 

Figure 1.

 

A typical fEPSP. The first transient deflection seen in this picture (1.) is the 

shock artefact generated by the electrical stimulation. The second, smaller deflection 

(2.) is the fibre volley which corresponds to the action potentials evoked by the 

stimulation. The action potentials will subsequently promote release of transmitter in 

the presynaptic terminals, leading to the third larger deflection (3.) which is the 

postsynaptic potential. 

3.3.2

 

Extracellular field recordings 

The field EPSP (fEPSP) recorded in a hippocampal slice is generated by the 

actions  of  hundreds  of  neurones,  and  subsequently  tens  of  thousands  of 

synapses. The pyramidal neurons in CA1 are organised in one layer with their 

apical  dendrites  projecting  perpendicular  from  that  layer.  The  currents 

generated by synaptic activity in these dendrites will flow intracellularly in 

the same general direction towards the soma where they will exit and flow 

back along the apical dendrites in the extracellular space, thereby generating 

an electrical field. Experimentally, such field potentials can easily be evoked 

---

Synaptic elimination and the complement system in Alzheimer’s disease 

20 

by electrical stimulation of the axons of the pyramidal cells in CA3, called 

the  Shaffer  collaterals.  The  recorded  fEPSP  will  reflect  the  events  of  its 

making (fig. 1) and constitutes a great sample of synapses.  

The strength in this approach is also its weakness; while many synapses are 

sampled  and  thus  provide  a  robust  measurement,  it  is  impossible  to 

differentiate  between  different  types  of  synapses.  The  relevance  of  such  a 

differentiation in the present thesis is, however, very limited. 

Input/output measurements 

Input/output measurements are an excellent and very straight forward way to 

measure  synaptic  efficacy.  The  size  of  the  fibre  volley  corresponds  to  the 

number of axons stimulated (Andersen et al. 1978), whereas the fEPSP is the 

response  from  the  activated  population  of  synapses.  By  testing  different 

stimulation intensities and plotting the magnitude of the fEPSP against that of 

the volley a measure of synaptic efficacy per axon can be obtained. 

The  strength  of  this  method  is  its  simplicity;  however,  this  is  also  its 

weakness, since we cannot know which quantal parameters (i.e. n, p or q) are 

changing. 

Paired pulse recordings 

This type of stimulation paradigm, where two synaptic responses are elicited 

in  close  succession,  is  commonly  used  to  detect  changes  in  the  quantal 

parameter  p  (Branco  and  Staras  2009).  The  size  of  the  second  pulse  in 

relation to  the  first  pulse is  described  by  the  paired pulse ratio (PPR), and 

calculated as the second pulse divided by the first pulse. When the PPR is 

larger than 1, the plasticity is called facilitation and taken as a sign of a low 

initial p (Zucker and Regehr 2002). 

Interpretation of PPR data should be made with caution, however; changes in 

release probability as a consequence of changes in vesicle pool size, results in 

no  or  very  modest  changes  in  PPR  (Hanse  and  Gustafsson  2001; 

Abrahamsson et al. 2005). Moreover, if postsynaptic changes (i.e. changes in 

q)  occur  in  a  subpopulation  of  either  high-  or  low-release  probability 

synapses,  the  PPR  would  change,  thus  falsely  hint  on  a  change  in  p. 

Nevertheless,  paired  pulse  recordings  are  simple,  and  an  excellent  way  to 

probe for changes in release probability. 

MK- 801 experiments 

MK-801 is an irreversible open channel blocker, specific for the NMDAR. 

This can be utilised to estimate release probability in an almost direct manner 

---

Jonny Daborg 

21 

since the rate of decay of the NMDAR EPSP magnitude is dependent on the 

presynaptic  release  probability  (Hessler  et  al.  1993;  Wasling  et  al.  2004). 

When  a  synaptic  vesicle  is  released,  the  opposing  NMDARs  open;  the 

resulting EPSP is recorded, but since MK-801 is present, these NMDARs are 

irreversibly blocked, which means that the synaptic NMDARs are turned off 

in a release-dependent way. A limitation of this method is that the decay also 

depends on the open probability of the individual NMDARs. In this study we 

have  no  information  on  this,  and  cannot  exclude  that  there  is  a  difference 

between  the  studied  groups.  There  is,  however,  no  reason  to  believe  that 

knockout  of  exon  24  in  C3  should  affect  the  open  probability  of  the 

NMDARs. 

Burst recordings 

Single  pulses  are  very  common  in  electrophysiological  experiments; 

however,  in  the  hippocampus  in vivo,  neurons  often  fire  bursts  of  action 

potentials.  This  is  why  it  can  be  of  importance  to  investigate  how  some 

physiological phenomena respond to burst stimulation. A problem is that the 

EPSPs  become  distorted  by  back  propagating  action  potentials,  to  a  large 

extent  this  problem  can  be  overcome  by  measuring  the  initial  slope  of  the 

EPSP,  instead  of  measuring  the  amplitude  or  perhaps  the  area  under  the 

whole burst response. 

3.3.3

 

Whole cell patch clamp recordings 

The  patch-clamp  technique  was  invented  by  Sakmann  and  Neher  in  1976 

(Neher and Sakmann 1976). Briefly, the technique is based on establishing a 

high  resistance  seal  between  a  glass  pipette  containing  an  electrode,  and  a 

cell, thus enabling control of the cell membrane voltage or current. By setting 

the voltage over the membrane, or clamping the membrane potential as it is 

normally put, currents flowing over the cell membrane can be measured. In 

the  present  work,  this  has  been  utilised  in  the  simplest  possible  way  by 

measuring  miniature  synaptic  currents.  The  major  advantage  of  whole  cell 

recordings is that they enable a dissection of the quantal parameters. 

In the present investigations, field recordings were done when possible, but 

to estimate quantal size, patch clamp whole cell recordings were necessary. 

Aside from being more technically demanding, whole cell experiments also 

carry  the  disadvantage  of  being  further  invasive  by  disrupting  the 

intracellular milieu; this have been shown to greatly affect the possibility of 

inducing LTP (Malinow and Tsien 1990), but it has most likely not affected 

the results presented here. 

---